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Säugerzellkultur

Anwendungen, Grundlagen und Methoden der Säugerzellkultur

Die Säugerzellkultur ist ein wichtiges Werkzeug für die Forschung sowie klinische und pharmazeutische Anwendungen. Aus Tiergewebe isolierte Zellen können in Kultur expandiert und für Zellbiologie- und Krankheitsstudien oder für die Herstellung von Antikörpern, Proteinen und Impfstoffen eingesetzt werden. Immortalisierte Säugerzelllinien können längere Zeit in vitro kultiviert werden und werden häufig als einfache Modelle komplexer biologischer Vorgänge eingesetzt.

In-vitro-Kultivierung von Säugerzellen

Zellwachstum erfordert eine komplexe Mischung von Nährstoffen, wie z.B. Zucker, Aminosäuren, Albumin, Vitamine, Mineralien und Wachstumsfaktoren. Zellkulturmedien stellen diese essenziellen Nährstoffe für die In-vitro-Kultivierung von Säugerzellen bereit. Säugerzellen werden in Brutschränken kultiviert, die ein steriles Umfeld für das Wachstum bei optimaler Temperatur (37 °C) und unter 5 % CO2-Atmosphäre bereitstellen, um ähnliche pH-Werte wie von Säugerblut aufrechtzuerhalten.

Mit Ausnahme bestimmter Blutzellen, die in Suspension kultiviert werden können, müssen die meisten aus Säugergewebe gewonnenen Zellen für eine adäquate Zellteilung und gutes Wachstum an einer Oberfläche anhaften. Zellkulturoberflächen sind als behandelte Polystyren- oder Glasflaschen, Platten und Filter erhältlich, die für die Zellanhaftung konzipiert sind. Die Zellanhaftung kann durch Anwendung synthetischer Polymere wie Poly-D-Lysine (PDL) und extrazellulärer Matrixproteine wie Collagen, die ein Gerüst für die Anhaftung bereitstellen, erleichtert werden.

Verfahren für Säugerzellkulturen

Es kommen aseptische Verfahren zum Einsatz, um eine Kontamination der in vitro kultivierten Zellen zu vermeiden. Säugerzellkulturen erfordern eine Passagierung oder Subkultivierung, d.h. eine Verdünnung von Zellen, die Konfluenz erreicht haben, und den Ersatz von verbrauchtem Nährmedium, um die Zellgesundheit und gutes Wachstum zu gewährleisten. Zum Passagieren adhärenter Zellkulturen müssen die Zellen von den Kulturoberflächen abgelöst werden. Dazu werden enzymatische Methoden wie Trypsinierung oder mechanische Methoden wie das Abkratzen der Zellen vor dem Transfer in neue Kulturflaschen oder Platten zur erneuten Anhaftung eingesetzt. Zellzählmethoden mittels Hämazytometern und automatisierten Zellzählern beurteilen die Zellviabilität und erleichtern die Bestimmung der Saatdichte für das Passagieren sowie der geeigneten Zelldichten für Downstream-Prozesse. Kultivierte Zellen können durch Lagerung in Flüssigstickstoff kryokonserviert werden. Daraus können für die Herstellung von Arbeitskulturen bei Bedarf Stammkulturen aufgetaut werden.


Zugehörige technische Artikel

Zugehörige Protokolle

  • Anhaften von Zellen an festen Substraten mit Hilfe von Polylysin, das die elektrostatische Wechselwirkung zwischen negativ geladenen Ionen der Zellmembran und der Kulturoberfläche verstärkt.
  • Dilute fibronectin to the desired concentration. Optimum conditions for attachment are dependent on cell type and application. The typical coating concentration is 1 – 5 ug/cm2.Fibronectin coating protocol, products, and FAQs
  • This gelatin coating protocol for cell culture applications offers information regarding types of gelatin, surface coverage concentration, and tips for optimization.
  • Coating surfaces with laminin for culturing cells requires specific conditions for optimal results. Protocols for coating coverslips to culture neurospheres and general cell culture are included.
  • Dilute fibronectin to the desired concentration. Optimum conditions for attachment are dependent on cell type and application. The typical coating concentration is 1 – 5 ug/cm2.Fibronectin coating protocol, products, and FAQs.
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