Zellwachstum und -erhaltung

Zellwachstumsphasen

Die Gewährleistung eines angemessenen Zellwachstums ist entscheidend für die Erhebung genauer Daten aus Zellkulturstudien. Die Zellzahl lässt sich mit einem Hämozytometer oder einem automatischen Zellzähler bestimmen, der präzisere Ergebnisse liefert.

Das Zellwachstum in Kultur verläuft im Allgemeinen in vier Phasen:

1. Lag-Phase – Die Zellen passen sich an die Kulturbedingungen an und teilen sich nicht.
2. Log- (logarithmische) Wachstumsphase – Die Zellen teilen sich aktiv, daher ist dies der beste Zeitpunkt, um das Populationswachstum zu bewerten oder Daten zu erheben. Die späte Log-Phase ist der beste Zeitpunkt für die Passagierung (Subkultur) der Zellen.
3. Plateau- (stationäre) Phase – Das Wachstum verlangsamt sich, wenn die Zellen eine Konfluenz von 100 % erreichen; die Zellen sind nun am anfälligsten für Stress oder Schädigungen, da sich Zellabfälle ansammeln und die Ressourcen erschöpft sind.
4. Abklingphase – Die Population lebender Zellen nimmt ab, da der Zelltod überwiegt.

Zellkulturmedien, Zusätze und Reagenzien

Kultivierte Zellen benötigen für ihr Wachstum eine Versorgung mit Nährstoffen. Medien für Säugetierzellkulturen müssen neben der Bereitstellung eines ausgewogenen Gehalts an Salzen, Kohlenhydraten, Aminosäuren, Vitaminen, Fettsäuren und Lipiden, Proteinen und Peptiden, Spurenelementen sowie Wachstumsfaktoren auch einen physiologischen pH-Wert aufrechterhalten. Fötales Rinderserum (FBS) ist der am häufigsten verwendete Wachstumszusatz für Säugetierzellkulturen, da es viele dieser essenziellen Zellnährstoffe enthält und nachweislich das Wachstum von Zellen und Geweben in Kultur unterstützt. Für Anwendungen, die definierte Medien oder einen reduzierten Anteil an tierischen Bestandteilen erfordern, bieten xeno-freie Medienformulierungen tierfreie Zusammensetzungen mit bekannter Zusammensetzung.

Da Medien und Zusätze oft reichhaltige Nährstoffe für das Wachstum opportunistischer Mikroben bieten, erfordert eine erfolgreiche Zellkultur aseptische Arbeitsweise und regelmäßige Beobachtung, um sicherzustellen, dass keine Kontaminanten vorhanden sind, die zum Zelltod führen oder ein in-vivo-ähnliches Wachstum beeinträchtigen können. Bei häufigen mikrobiellen Kontaminanten, die mikroskopisch nicht erkennbar sind, schützt ein routinemäßiges Screening mit Mykoplasmen-Nachweismitteln die Kulturen und die Gewebevermehrungsumgebungen.  

Hefekulturen wie S. cerevisiae und P. pastoris (Pichia) werden in der Forschung häufig für die Expression rekombinanter Proteine und zur Untersuchung von Genfunktionen eingesetzt. Zu den wesentlichen Nährstoffen, die typischerweise in einer Hefekulturmediumformulierung enthalten sind, gehören Pepton, Hefeextrakt sowie Dextrose oder Glukose.

Tipps und Tricks zur Zellpassagierung

Zellkulturumgebungen und Kulturgefäße

Kultivierte Zellen werden unter Verwendung von sterilen Einweg-Kunststoffartikeln gezüchtet und gehandhabt, darunter Gewebekulturflaschen und Multiwell-Platten, serologische Pipetten, sterile Flaschenaufsatzfilter und sterile Spritzenfilter. Kunststoff-Gewebekulturflaschen und -Platten werden in der Regel so behandelt, dass sie eine hydrophile Oberfläche aufweisen, um die Anhaftung von adhärenten Zellen zu erleichtern. Als Alternative zu 2D-Oberflächen bieten Platten auf Basis mikroporöser Membranen eine physiologischere Wachstumsumgebung für komplexe Zellassays wie Zellmigration, Zell-Zell-Kommunikation und Zellpolarisation.

Kultivierte Zellen müssen bei einer Temperatur und in einer Gasatmosphäre gehalten werden, die die entsprechenden Bedingungen in dem Organismus nachbilden, aus dem sie stammen. Kulturgefäße mit Zellen und Nährmedien werden typischerweise in Inkubationsgeräten aufbewahrt, die eine präzise Regelung von Temperatur und Gasgemischen ermöglichen. Allerdings können kleine Tischinkubationssysteme, die Mikrofluidik nutzen und die Bildgebung von Zellen in ununterbrochener Kultur ermöglichen, die authentischsten Umgebungen für prädiktive In-vitro-Modelle bieten.